BIULETYN
        Wydziału Farmaceutycznego
   Akademii Medycznej w Warszawie

              Biul. Wydz. Farm. AMW, 2003, 3
http://www.farm.amwaw.edu.pl/~axzimni/biuletyn/


Wersja pdf do pobrania

 

OPORNOŚĆ GRONKOWCÓW ZŁOCISTYCH NA ŚRODKI PRZECIWBAKTERYJNE
 

Joanna Stefańska
Otwórz bibliografię
w osobnym oknie

Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej, Wydział Farmaceutyczny Akademii Medycznej w Warszawie, Akademia Medyczna, 02-007 Warszawa, ul. Oczki 3
tel. 628 0822; 6211351

Otrzymany 28.03.2003; zaakceptowany 30.07.2003; zamieszczony 4.08.2003.

STRESZCZENIE
Narastanie oporności bakterii, w tym S. aureus, na antybiotyki i inne środki przeciwbakteryjne, jest poważnym problemem w medycynie. Poznanie mechanizmów tej oporności i warunkujących ją zjawisk genetycznych pozwala na poszukiwanie nowych środków (leków, dezynfektantów itp.), działających przeciw gronkowcom, w tym przeciw wielolekoopornym szczepom, odpowiedzialnym za zakażenia szpitalne.
SŁOWA KLUCZOWE: antybiotyki, oporność bakterii, plazmidy, S. aureus

Received 28.03.2003; accepted 30.07.2003; published 4.08.2003.

ABSTRACT
STAPHYLOCOCCAL RESISTANCE TO ANTIBACTERIAL AGENTS
Increase of the resistance of S. aureus and other bacteria to antibiotics and remaining antimicrobial agents is an essential problem in medicine. The knowledge of the resistance mechanism and their genetic basis enables the search for new agents (drugs, disinfectants), acting against staphylococci, including multidrug resistance strains, responsible for nosocomial infections.
KEY WORDS: antibiotics, bacterial resistance, plasmids, S. aureus
 

Chorobotwórczość gronkowców złocistych i ich znaczenie w zakażeniach szpitalnych

Gronkowce powszechnie występują w środowisku człowieka. Szacuje się, że od 10 do 50% populacji ludzkiej jest stale lub okresowo nosicielami tych drobnoustrojów bez występowania objawów chorobowych. Nosicielstwo dotyczy najczęściej błony śluzowej przedsionkanosa i sprzyja dalszej kolonizacji skóry czy gardła. Wiele gatunków gronkowców wchodzi w skład normalnej mikroflory człowieka. Gronkowce należą do bakterii warunkowo chorobotwórczych, dlatego też w przypadku zakażeń przez nie wywoływanych należy brać pod uwagę zarówno ich patogenność, jak i czynniki predysponujące organizm gospodarza do zachorowania (np. obniżona odporność, przerwanie ciągłości tkanek, równoczesne występowanie innych schorzeń).

Największe znaczenie ma gronkowiec złocisty (Staphylococcus aureus), który jest odpowiedzialny za ropne zakażenia skóry i tkanek podskórnych w postaci czyraków pojedynczych lub mnogich oraz zakażeń ran pooperacyjnych. Gronkowce te mogą wywoływać także zakażenia układowe i narządowe np. zapalenia płuc, opon mózgowo-rdzeniowych, ropnie mózgu, zapalenie szpiku kostnego i kości, zakażenia układu moczowego, zapalenie mięśnia sercowego oraz zakażenia lub zatrucia związane z wytwarzaniem przez te bakterie określonych toksyn. U osób z obniżoną odpornością, u pacjentów leczonych z powodu innych chorób, a także po zabiegach chirurgicznych zakażenie gronkowcowe może przejść w postać uogólnionej posocznicy [6].

Gronkowiec złocisty wytwarza wiele czynników powierzchniowych, które odgrywają istotną rolę w jego chorobotwórczości. Do czynników odpowiedzialnych za patogenność gronkowca złocistego zalicza się najczęściej: czynniki chroniące komórkę przed działaniem układu odpornościowego człowieka takie jak np. otoczka, białka wiążące immunoglobuliny klasy IgG, czy superantygenowa aktywność niektórych egzotoksyn, czynniki powierzchniowe, pełniące rolę adhezyn, egzotoksyny, egzoproteiny, składniki systemów wiążących żelazo – sideroforów (aureocholina, staphyloferryna A i B) [26].

Staphylococcus aureus jest od wielu lat jednym z podstawowych patogenów odpowiedzialnych za zakażenia szpitalne i pozaszpitalne u ludzi. Powszechne nosicielstwo sprzyja szybkiemu rozprzestrzenianiu się drobnoustroju w środowisku szpitalnym. Na zakażenia gronkowcowe szczególnie narażeni są pacjenci po zabiegach chirurgicznych, dializowani oraz noworodki. Najczęstszymi i najbardziej typowymi zakażeniami wywołanymi przez S. aureus u chorych hospitalizowanych są zakażenia ran chirurgicznych, zapalenie płuc, zapalenie opon mózgowych u chorych po operacjach kardiochirurgicznych (zastawki komorowe) oraz zakażenia u noworodków na oddziałach intensywnej terapii. Wprowadzenie każdego nowego antybiotyku do leczenia zakażeń gronkowcowych jak dotąd zawsze po dłuższym lub krótszym czasie prowadziło do selekcji szczepów opornych. Już w niedługim czasie po wprowadzeniu do lecznictwa penicylin zaobserwowano występowanie szczepów opornych wytwarzających penicylinazę - enzym hydrolizujący penicyliny. Rozprzestrzenianie się tej oporności wśród szczepów jest bardzo szybkie ze względu na kodowanie jej przez geny plazmidowe. Dziś wiadomo, że ponad 90% szczepów S. aureus izolowanych od chorych hospitalizowanych jest niewrażliwych na działanie penicylin naturalnych, aminopenicylin oraz ureidopenicylin. Wobec tych szczepów mogą być skuteczne cefalosporyny, penicyliny oporne na działanie b-laktamaz np. penicyliny izoksazolylowe, oraz połączenia penicylin z inhibitorami b-laktamaz [5].

Obecnie największym problemem związanym ze szpitalnymi (i nie tylko) zakażeniami gronkowcowymi jest oporność tych drobnoustrojów na metycylinę, która w praktyce oznacza oporność na wszystkie stosowane antybiotyki b-laktamowe. Szczepy takie określa się mianem MRS (methicillin resistant Staphylococcus; MRSA – S. aureus i MRCNS – gronkowce koagulazoujemne). Ulegają one selekcji w środowisku szpitalnym przede wszystkim na skutek niewłaściwego i bardzo szerokiego stosowania b-laktamów, zwłaszcza cefalosporyn. Oporność ta jest spowodowana produkcją dodatkowego białka wiążącego penicyliny PBP2a o zmniejszonym powinowactwie do antybiotyków b-laktamowych. Szczepy te ponadto mają najczęściej zdolność wytwarzania b-laktamaz, a więc posiadają podwójny mechanizm oporności. Szczepy MRSA stanowią poważny problem, ponieważ niezależnie od oporności na b-laktamy wykazują oporność na wiele innych antybiotyków oraz środków przeciwbakteryjnych., a niejednokrotnie mogą być przyczyną epidemii. Pojawiły się również doniesienia o izolacji gronkowców o zmniejszonej wrażliwości na antybiotyki glikopeptydowe a także szczepów opornych na wankomycynę, antybiotyki stanowiące dotychczas “ostatnią deskę ratunku” w infekcjach gronkowcowych [1, 2, 23, 54].
 

Mechanizmy genetyczne warunkujące oporność gronkowców na środki przeciwdrobnoustrojowe

Drobnoustroje mają zdolność obrony przed szkodliwymi substancjami jak np. antybiotyki, środki dezynfekcyjne czy sole metali. Oporność ta może być warunkowana w różny sposób. W niektórych przypadkach może powstać w wyniku spontanicznej mutacji w szczepie, bez kontaktu z chemioterapeutykami. Bakteryjne antybiotykooporne mutanty spontaniczne mogą powstawać w środowisku naturalnym jak i w warunkach laboratoryjnych z częstotliwością 10-6 do 10-8 na komórkę. Oporność gronkowców na takie antybiotyki jak np. fluorochinolony, mupirocyna, trimetoprim, streptomycyna, rifampicyna czy kwas fusydowy może być spowodowana np. mutacjami odpowiednich genów chromosomalnych lub nabyciem przez bakterie odpowiednich plazmidów [20].

Przy stosowaniu środków przeciwdrobnoustrojowych obserwuje się zjawisko oporności krzyżowej. Dotyczy ono głównie substancji należących do jednej grupy chemicznej, ale czasem spotykane jest także w przypadku różnych związków (np. chlorheksydyna, amidy i IV-rzędowe związki amoniowe). Istotną rolę odgrywa również sprzężenie genów w obrębie jednego elementu - plazmidu czy transpozonu. Przykładem może być obecność u S. aureus genów oporności na IV-rzędowe związki amoniowe (qac) na tzw. plazmidach gentamycynowych i penicylinazowych. Jest to zjawisko bardzo niekorzystne, gdyż coraz szersze stosowanie chemioterapeutyków prowadzi do równoczesnego zwiększenia oporności na środki dezynfekcyjne wśród drobnoustrojów.

Bezpośrednią przyczyną oporności bakterii na różnego rodzaju związki jest obecność i ekspresja odpowiednich genów w komórce. Oporność konstytutywna jest związana z ciągłą ekspresją odpowiednich genów, natomiast indukcyjna może być inicjowana obecnością antybiotyków. Geny oporności na różne związki przeciwbakteryjne mogą być zlokalizowane na chromosomie, a także na elementach pozachromosomalnych takich jak plazmidy czy transpozony [7].

Plazmidy są to cząsteczki DNA zdolne do samodzielnej replikacji w komórkach bakteryjnych i dziedziczone niezależnie od chromosomu. Oprócz genów odpowiedzialnych za niezależną replikację i genów regulatorowych, plazmidy mogą zawierać szereg genów odpowiedzialnych za różne cechy fenotypowe bakterii np. oporność na związki przeciwbakteryjne, zdolność do koniugacji czy produkcji toksyn.

Większość naturalnie występujących szczepów S. aureus posiada jeden lub kilka plazmidów. Plazmidy gronkowcowe zostały podzielone na trzy podstawowe klasy oraz prowizoryczną klasę czwartą, zawierającą plazmidy nie dające się sklasyfikować w żadnej z trzech pierwszych [33, 37].

Klasa I zawiera małe plazmidy (1,3 - 4,6 kbp; 1 kpb oznacza tysiąc par zasad), występujące w 10 - 50 kopiach na komórkę, zawierają najczęściej jedną rzadko dwie determinanty oporności. Należą tu plazmidy warunkujące oporność na chloramfenikol, tetracykliny, aminoglikozydy, kationy kadmu, IV-rzędowe związki amoniowe oraz MLSB (makrolidy, linkozamidy, streptograminy B).

Plazmidy klasy II są większe (15 - 46 kbp) i występują w mniejszej liczbie kopii na komórkę (4 - 6). Należą tu między innymi liczne plazmidy penicylinazowe, które oprócz genów odpowiedzialnych za produkcję ß-laktamaz, zawierają także różne kombinacje genów oporności na jony metali ciężkich (kadm, arseniany, arseniny, antymon, bizmut, rtęć), a także plazmidy warunkujące oporność na aminoglikozydy i trimetoprim.

Do klasy III należą duże plazmidy (30 - 60 kbp) koniugacyjne zawierające często determinanty oporności na aminoglikozydy, mupirocynę i środki dezynfekcyjne.

Transpozony oraz sekwencje insercyjne należą do genetycznych elementów translokacyjnych, mogą przenosić się w obrębie tego samego replikonu (chromosomu lub plazmidu) albo pomiędzy replikonami [7]. Na transpozonach zlokalizowane są geny warunkujące zdolność do transpozycji oraz szereg genów strukturalnych kodujących np. produkcję enzymów, toksyn, oporność na leki czy zdolność do koniugacji.

Najważniejsze mechanizmy oporności bakterii na różnego rodzaju środki o aktywności przeciwdrobnoustrojowej to:
- enzymatyczna inaktywacja leku,
- zmiana powinowactwa do leku lub dublowanie funkcji miejsca docelowego
- utrudnione wnikanie leku do komórki lub jego czynne usuwanie.
 

Oporność gronkowców na antybiotyki

Inaktywacja enzymatyczna

W inaktywacji antybiotyków biorą udział najczęściej enzymy z grupy hydrolaz lub transferaz.

Najbardziej rozpowszechnionymi hydrolazami są b-laktamazy wytwarzane przez bakterie, zarówno Gram-ujemne jak i Gram-dodatnie. Zalicza się do nich penicylinazy, ESbL (b-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym), cefalosporynazy oraz karbapenemazy. Inaktywują one antybiotyki b-laktamowe poprzez hydrolizę pierścienia b-laktamowego. Do tej pory opisano ponad 200 b-laktamaz bakteryjnych. Stanowią one bardzo zróżnicowaną grupę enzymów, różniących się między sobą strukturą, spektrum substratowym i wrażliwością na inhibitory [19].

b-laktamazy gronkowcowe są enzymami uwalnianymi na zewnątrz komórki o wąskim spektrum substratowym. Spotykane są jednak szczepy, u których występuje nadprodukcja tych enzymów lub wytwarzają b-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym, co w efekcie prowadzi do zwiększonej oporności na penicyliny (tzw. szczepy BORSA - borderline resistant S. aureus) [5, 24]. Produkcja b-laktamaz u gronkowców złocistych kodowana jest najczęściej przez geny zlokalizowane na plazmidach i w transpozonach, rzadziej w chromosomie, dlatego też jest cechą łatwo przekazywaną pomiędzy szczepami. Większość plazmidów kodujących b-laktamazę należy do II klasy plazmidów występujących u S. aureus. Podzielono je na podrodziny: alfa, beta, gamma i delta, wyodrębniono tzw. plazmidy "sieroce" (orphan) oraz naturalne rekombinanty alfa/beta i alfa/gamma [24]. Oprócz genów odpowiedzialnych za produkcję b-laktamaz na plazmidach penicylinazowych mogą być zlokalizowane geny oporności na różne środki przeciwbakteryjne np. sole metali ciężkich, IV-rzędowe związki amoniowe, antyseptyki, bromek etydyny czy różne antybiotyki [24]. Przykłady plazmidów penicylinazowych należących do klasy II podano w Tabeli 1.

Inaktywacja chloramfenikolu u szczepów gronkowców opornych na ten lek odbywa się na drodze unieczynniania go przez acetylazę chloramfenikolową. Kodowana jest wyłącznie przez grupę małych wielokopiowych plazmidów.

Najczęstszym mechanizmem oporności gronkowców na aminoglikozydy jest modyfikacja antybiotyków przez enzymy komórkowe: acetylotransferazy, fosfotransferazy i nukleotydylotransferazy. Determinanty tej oporności zlokalizowane są zwykle na większych plazmidach o małej liczbie kopii. Na plazmidach penicylinazowych mogą znajdować się determinanty oporności na niektóre aminoglikozydy (Tabela 1).

Wyróżnia się 3 grupy transferaz o różnej swoistości substratowej, które oznaczone są odpowiednimi skrótami zależnie od tego jakie antybiotyki i w jakich pozycjach sa przez nie inaktywowane. Dwudomenowe białko AAC(6’)/APH(2’’) wykazujące aktywność acetylotransferazy AAC(6’) i fosfotransferazy APH(2’’) kodowane przez gen aacA-aphD (zwykle w strukturze transpozonu) odpowiada za unieczynnianie gentamycyny, kanamycyny i tobramycyny oraz wszystkich innych stosowanych aminoglikozydów z wyjątkiem streptomycyny. Produktem genu aadD jest nukleotydylotransferaza AAD(4’)(4’’), która warunkuje oporność na neomycynę, kanamycynę, tobramycynę i amikacynę. Fosfotransferazy APH(3’)IIIa oraz APH(3’)III, kodowane przez geny aphA i aphA-3 inaktywują neomycynę i kanamycynę. Na pochodne streptydyny (streptomycynę) działają enzymy: nukleotydylotransferaza AAD(3’’) i nukleotydylotransferaza AAD(6’), kodowane odpowiednio przez geny aadA i aadE oraz fosfotransferaza APH (3’’), produkt genu aphC [48].
 

Tabela 1. Przykłady plazmidów penicylinazowych klasy II występujących u S. aureus wg [20, 24]
 

Nazwa plazmidu

Podrodziny

Markery oporności występujące na plazmidzie

pI524

Alfa

Pc Asa Asi Sb Hg Om Cd Bi Pb

pSJ24

Alfa

Pc Asa Hg, Cd Em Km

pSK23

Alfa/Beta

Hg Cd Ac Eb Qa Gm Tm Km

pWG50

Alfa/Gamma

Pc Hg Om Cd Gm Tm Km Eb Qa

pSK57

Alfa/Gamma

Pc Hg Cd Ac Eb Qa Pi Dd

pII3804

Beta

Pc Hg Om Cd Pb

pII147

Beta

Pc Asa Asi Hg Om Cd Pb

pI258

Gamma

Pc Asa Asi Sb Hg Om Cd Bi Pb MLSB

pII6907

Delta

Asa Asi Sb Cd Bi Pb

pII1113

Orphan

Pc Cd Pb 

Oznaczenia markerów oporności: Ac - akryflawina; Asa - arseniany; Asi - arseniny; Bi - sole bizmutu; Cd - sole kadmu; Dd - dwuchlorowodorek diaminodifenyloaminy; Eb - bromek etydyny; Em - erytromycyna; Gm - gentamycyna; Hg - nieorganiczne sole rtęci; Km - kanamycyna; MLSB -makrolidy, linkozamidy, streptograminy B; Om - sole rtęci organicznej; Pb - sole ołowiu; Pc - penicylina; Pi - izotionian propamidyny; Qa - IV-rzędowe związki amoniowe; Sb - sole antymonu; Tm - tobramycyna.
 

Do innych enzymów spotykanych u gronkowców, inaktywujących związki przeciwdrobnoustrojowe należą: nukleotydylotransferaza linkomycynowa, acetylotransferazy streptogramin A i hydrolaza streptogramin B.
 

Zmiana powinowactwa do leku lub dublowanie funkcji miejsca docelowego

Mutacja w obrębie genu kodującego białko stanowiące cel dla antybiotyku może wywołać zmniejszenie jego powinowactwa do wiązania się z antybiotykiem. Przykładem jest mutacja genów kodujących gyrazę lub inne topoizomerazy bakteryjne, będąca przyczyną oporności bakterii na chinolony, a także mutacje genów odpowiedzialnych za PBP (białka wiążące penicyliny) powodujące obniżenie powinowactwa antybiotyków ß-laktamowych do tych białek i w konsekwencji oporność na te antybiotyki.

Mutacje w obrębie genów kodujących odpowiednie enzymy mogą także decydować o oporności bakterii na trimetoprim, sulfonamidy, mupirocynę lub rifampicynę,

O jednym z mechanizmów oporności gronkowców na antybiotyki aminoglikozydowe może decydować mutacja w genie kodującym białka rybosomalne, prowadząca do zmian w strukturze rybosomu i w efekcie do braku wiązania antybiotyku. Mechanizm ten wykryto u izolatów klinicznych S. aureus o wysokim poziomie oporności na streptomycynę [20].

Oporność gronkowców na kwas fusydowy powstaje na skutek mutacji w komórce drobnoustroju, która powoduje zmniejszenie powinowactwa miejsca docelowego (czynnika elongacji) do leku. Znacznie rzadziej występują dajace tego typu oporność determinanty zlokalizowane na plazmidach penicylinazowych lub plazmidach kodujących oporność na aminoglikozydy.

Niski poziom oporności gronkowców na mupirocynę jest wynikiem mutacji genu kodującego syntetazę izoleucylo-tRNA. Oporność na wysokie stężenia mupirocyny jest wynikiem nabycia przez szczepy plazmidu niosącego gen mupA, kodujący syntetazę izoleucylo-tRNA o bardzo niskim powinowactwie do mupirocyny. Jest on znajdowany w różnych, często niespokrewnionych plazmidach. Wykryto także szczepy, u których kopia tego genu jest zlokalizowana w chromosomie [21, 40].

Najpowszechniejszym mechanizmem oporności gronkowca złocistego na fluorochinolony jest zmiana miejsca docelowego dla tych związków. Jest ona spowodowana mutacjami w genie gyrA, który koduje podjednostkę A gyrazy (topoizomerazy II) i grlA (topoizomeraza IV), stanowiące cel ataku tej grupy leków. Oporność ta jest konstytutywna [52, 55].

Oporność na makrolidy, linkozamidy i streptograminę B (tzw. MLSB) spowodowana jest enzymatyczną modyfikacją miejsca docelowego przez metylazy (Erm). Indukcyjna oporność na MLSB u gronkowców złocistych może być kodowana przez małe, wielokopiowe plazmidy (niosące gen ermC) lub chromosomalnie (gen ermA zlokalizowany na transpozonie Tn554). Konstytutywna oporność na makrolidy, linkozamidy i streptograminy B jest kodowana plazmidowo (gen ermC w małych plazmidach oraz gen ermB zlokalizowany w transpozonie Tn551 na plazmidzie pI258), lub chromosomalnie (Tn551) [20, 25].

O oporności bakterii na antybiotyki glikopeptydowe (wankomycyna, teikoplanina) decyduje zdolność do syntezy zmienionego prekursora peptydoglikanu ściany komórkowe i utrudniony dostęp antybiotyku do miejsca docelowego [10]. W przypadku enterokoków mechanizm tej oporności jest dość dobrze scharakteryzowany. W 1992 roku plazmid zawierający m.in. gen oporności na wankomycynę został przeniesiony ze szczepu Enterococcus faecalis do Staphylococcus aureus [31]. Od 1996 roku zaczęły pojawiać się doniesienia o izolacji na świecie szczepów gronkowca złocistego o obniżonej wrażliwości na wankomycynę, a w 2002 roku wykryto w USA szczepy oporne na ten antybiotyk [2, 10, 23, 54]. Mechanizm oporności gronkowców na glikopeptydy nie jest do końca wyjaśniony i nadal stanowi przedmiot licznych badań.

U gronkowców największe znaczenie z punktu widzenia klinicznego ma oporność na metycylinę. Wynika ona najczęściej z obecności genu mecA warunkującego syntezę nowego PBP, tzw PBP2’ lub 2a. Białko to przejmuje funkcje inaktywowanych przez antybiotyki ß-laktamowe białek PBP2 i PBP3 niezbędnych do prawidłowej syntezy mureiny ściany komórkowej [4, 42]. Ze względu na liczbę komórek, w których geny oporności ulegają ekspresji w warunkach standardowych szczepy S. aureus można podzielić na homogenne i heterogenne. Używanym w praktyce wskaźnikiem jest oporność na metycylinę lub oksacylinę – penicyliny oporne na penicylinazy gronkowcowe.
 

Aktywne usuwanie związku z komórki

Ważnym i szeroko rozpowszechniony wśród drobnoustrojów mechanizmem oporności na różnego rodzaju związki (w tym chemioterapeutyki) jest czynne usuwanie ich z wnętrza komórki (pompa błonowa - “efflux mechanism”). Jest to spowodowane obecnością transporterów błonowych (białek) zależnych od energii pochodzącej z ATP lub z pompy protonowej (PMF - proton motive force) [15, 27, 29]. Wśród białek błonowych można wyróżnić kilka rodzin, które różnią się liczbą segmentów transmembranowych.

Do białek zależnych od ATP należy rodzina transporterów wiążących ATP tzw. transportery kasetonowe ABC, o charakterze P-glikoprotein [34, 44]. Uczestniczą one w aktywnym usuwaniu licznych związków przeciwnowotworowych z komórek zmienionych, niektóre warunkują oporność na antybiotyki, np. u gronkowców oporność na makrolidy i streptograminy B [30].

Do białek czerpiących energię z pompy protonowej należą 3 rodziny: MFS (major facilitator superfamily), RND (resistance-nodulation-division) oraz SMR (small multidrug resistance family) [35, 38, 39].

Do rodziny MFS należą białka posiadające 12 segmentów transmembranowych (podrodzina 12-TMS) oraz 14 segmentów (podrodzina 14-TMS). Do 12-segmentowych transporterów należą np. białka Tet (A, B, C, D, E, G, H) odpowiedzialne z oporność wielu rodzajów drobnoustrojów na tetracykliny oraz białek Blt i Bmr odpowiadających za oporność Bacillus subtilis na chloramfenikol a takze środki antyseptyczne [28].

Ważną rolę w oporności gronkowców na fluorochinolony odgrywa ich aktywne usuwanie z komórki. Odpowiedzialne za to jest białko NorA, zlokalizowane w błonie cytoplazmatycznej i będące produktem genu norA [12, 13]. Należy ono również do rodziny MFS białek transportowych. Wykazano, że wzrost ilości białka NorA u gronkowców w rezultacie zwiększonej transkrypcji genu powoduje nie tylko oporność na fluorochinolony, ale obniża wrażliwość na tak różne strukturalnie związki jak cetrymid, bromek etydyny czy akryflawina [11,13].

Białka podrodziny 14-TMS to np. TetK, TetL (oporność S. aureus i gronkowców koagulazoujemnych na tetracykliny), LfrA (oporność Mycbacterium smegmatis na fluorochinolony, bromek etydyny i akryflawinę), QacA i QacB (oporność gronkowców na IV-rzędowe związki amoniowe) [18, 36].

W przypadku tetracyklin jeden z mechanizmów oporności S. aureus związany jest ze zmniejszeniem ich wewnątrzkomórkowego stężenia na skutek specyficznego mechanizmu usuwania [20]. Odpowiedzialne za nią jest białko TetK należące do rodzimy MFS transporterów błonowych. Oporność indukcyjna na tetracykliny (z wyjątkiem półsyntetycznej minocykliny) kodowana jest przez małe plazmidy, natomiast oporność konstytutywna (na wszystkie tetracykliny) przez determinanty chromosomalne tetM i nie jest związana z pompą błonową tylko z aktywną ochroną rybosomu [8, 20].

Do rodziny SMR transporterów błonowych należą białka o 4 lub 10 segmentach transmembranowych (4-TMS i 10-TMS) [14, 39]. Do 4-TMS należą białka Smr (QacC, QacD, EBR, QacH - występujące u gronkowców, QacE - u K. pneumoniae, QacE-D1 - u pałeczek z rodziny Enterobacteriaceae), które są odpowiedzialne są za czynne usuwanie z komórki środków dezynfekcyjnych. Rodzina RND zawiera trójskładnikowe systemy białek z 12 segmentami transmembranowymi, występujące u bakterii Gram-ujemnych, o bardzo szerokim zakresie substratowym. Odpowiedzialne są m.in. za aktywny wypływ antybiotyków i innych chemioterapeutyków, inhibitorów metabolizmu, a także barwników, detergentów i rozpuszczalników [29, 30]. W procesie aktywnego usuwania uczestniczy układ 3 białek: transportujące lek przez błonę cytoplazmatyczną, transportujące go w przestrzeni periplazmatycznej oraz tworzące kanał w błonie zewnętrznej, odpowiadające za usunięcie leku. Do transporterów takich należą np. białka ArcB/ArcA/TolC, MexB/MexA/OprM występujące u pałeczek Gram-ujemnych, odpowiedzialne za usuwanie z komórki niektórych antybiotyków czy antyseptyków.
 

Oporność gronkowców na środki dezynfekcyjne i antyseptyczne

Z licznych prac wynika, że zwiększenie oporności/tolerancji na niektóre związki, w tym środki dezynfekcyjne i antyseptyki (IV-rzędowe związki amoniowe, bromek etydyny, diamidyny, triclosan, pochodne akrydynowe), jest powiązane z obecnością w komórce plazmidów niosących geny oporności na środki przeciwdrobnoustrojowe [47, 53]. Podobnie jak w przypadku niektórych antybiotyków także oporność gronkowców na kationowe środki dezynfekcyjne i antyseptyczne wymienione powyżej może być spowodowana czynnym usuwaniem ich z komórki (pompa błonowa - "efflux").

Podwyższony poziom oporności na organiczne kationy w tym IV-rzędowe sole amoniowe jest rozpowszechniony szczególnie wśród szczepów metycylinoopornych gronkowców złocistych [18, 22, 45, 50, 55]. Jest to związane z występowaniem dwóch rodzin genów: MFS (qacA i B) oraz SMR (qacC i D), zlokalizowanych na plazmidach [17, 18, 22, 32, 53]. Geny qacA i qacB kodują zależny od pompy protonowej transport białek i są odpowiedzialne za wysoki poziom oporności na IV-rzędowe związki amoniowe, bromek etydyny, akryflawinę. Produkty tych genów, białka QacA i QacB należą do rodziny MFS. Gen qacA występuje na plazmidach, ale może także być zlokalizowany na chromosomie, zwłaszcza u izolatów klinicznych [9, 22]. Gen qacB występuje na plazmidach oporności na sole metali ciężkich [22, 55]. Gen ebr (oporność na bromek etydyny), geny qacC i qacD odpowiadają za syntezę białek Smr (Ebr, QacC, QacD) należących do rodziny SMR transporterów błonowych. Geny ebr, smr, qacC i qacD kodują identyczne fenotypy i odpowiadają za niski poziom oporności na środki dezynfekcyjne i antyseptyki. Z badań doświadczalnych wynika, że duplikacja genu ebr w komórce powoduje zwiększony poziom oporności na bromek etydyny i różne antyseptyki [47].

Wielokrotnie potwierdzono, że szczepy gronkowców MRSA są kilkakrotnie bardziej oporne na chlorheksydynę i IV-rzędowe zasady amoniowe w porównaniu ze szczepami metycylinowrażliwymi (MSSA). Niektórzy autorzy wykazywali korelację między zwiększonym poziomem oporności (MIC) szczepów S. aureus na oksacylinę, a opornością na niektóre antyseptyki jak np. chlorheksydyna, chlorek benzalkoniowy czy akryflawina [41, 45, 49, 55].
 

Oporność gronkowców na sole metali ciężkich

Na plazmidach penicylinazowych bardzo często zlokalizowane są determinanty oporności na chemioterapeutyki, a także na sole metali ciężkich (Tabela I). Oporność na sole kadmu jest najbardziej charakterystyczna dla takich plazmidów zarówno u szczepów klinicznych gronkowców jak i izolowanych z materiałów pozaszpitalnych.

Oporność S. aureus na sole kadmu jest kodowana przez plazmidowe determinanty cadA, cadB i cadC. Produkt genu cadA nadaje także komórkom oporność na jony cynku. Oporność kodowana przez cadA jest związana z mechanizmem aktywnego usuwania substancji, który chroni komórki przed nadmierną kumulacją toksycznych związków [8, 20].

Oporność na arseniany jest również kodowana plazmidowo i podobnie jak w przypadku kadmu polega na czynnym usuwaniu z komórki, jednak energia czerpana jest z ATP, a nie zależy od pompy protonowej [20]. Determinanty oporności na związki arsenu i antymonu zlokalizowane są często na plazmidach penicylinazowych.

Oporność na sole rtęci występuje u gronkowców powszechnie i jest kodowana przez plazmidowe geny merA (Hg2+) i merB (połączenia organiczne).

W inaktywowaniu związków organicznych rtęciu gronkowców bierze udział liaza organortęciowa, która rozszczepia połączenia rtęci z węglem do jonów Hg2+, które następnie są zamieniane w mniej toksyczną i bardziej lotną rtęć metaliczną [43]. W tym ostatnim procesie uczestniczy reduktaza rtęciowa, która warunkuje oporność na nieorganiczne sole rtęci. Biosynteza obydwu tych enzymów indukowana jest przez jony Hg2+, octan fenylortęciowy i różne inne związki rtęci organicznej, które nie koniecznie stanowią dla nich substraty. Regionowi warunkującemu oporność na rtęć przypisuje się dużą rolę w zmienności plazmidów penicylinazowych ponieważ w tym rejonie występują liczne sekwencje insercyjne [20].
 

Podsumowanie

Bardzo szybko narastająca w ostatnich latach oporność drobnoustrojów, w tym gronkowców na chemioterapeutyki oraz powszechnie stosowane środki dezynfekcyjne stanowi poważny problem współczesnej medycyny. Ciągle poszukuje się nowych możliwości leczenia zakażeń wywoływanych przez coraz bardziej oporne bakterie.

Ostatnio duże nadzieje budzi zastosowanie nowych antybiotyków z grupy oksazolidonów, streptogramin oraz cyklicznych polipeptydów. Przedstawicielem oksazolidonów jest Linezolid, hamujący syntezę białek bakteryjnych, posiadający wysoką aktywność wobec wielolekooprnych szczepów bakterii Gram-dodatnich w tym gronkowców [3, 46, 51]. Synercid jest półsyntetycznym antybiotykiem złożonym z pochodnych naturalnych streptogramin A i B - chinupristyny i dalfopristyny. Wykazuje działanie wobec metycylinoopornych szczepów S. aureus (MRSA) [46, 56]. Cykliczny polipeptyd - daptomycyna posiada szerokie spektrum działania przeciw bakteriom Gram-dodatnim, w tym również jest aktywna wobec opornych na wankomycynę enterokoków oraz szczepów MRSA o zmniejszonej wrażliwości na glikopeptydy [46].

Trzeba się jednak liczyć z faktem, że problem oporności drobnoustrojów prędzej czy później będzie również dotyczyć nowych, w tym wymienionych tu leków. Poważnym problemem będzie także, już stwierdzone, narastanie oporności S. aureus na powszechnie stosowane środki dezynfekcyjne i antyseptyczne.
 

Wykaz stosowanych skrótów

kpb - tysiąc par zasad
ESBL - b-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym
BORSA - szczepy S. aureus o zwiększonej oporności na penicyliny (borderline resistant)
MODSA - szczepy S. aureus o umiarkowanej oporności na penicyliny (moderate resistant)
MRSA - metycylinooporne szczepy S. aureus
ATP - adenozynotrifosforan
PMF - proton motive force
MFS - major facilitator superfamily
RND - resistance-nodulation-division
SMR - small multidrug resistance family
 

Bibliografia

  1. CDC. Staphylococcus aureus resistant to vancomycin - United States, 2002. MMWR, 2002, 51 (26), 565-567
  2. CDC. Staphylococcus aureus with reduced susceptibility to vancomycin - United States, 1997. MMWR, 1997, 46 (33), 765
  3. Chien J. W., Kucia M. L., Salata R. A. 2000. Use of linezolid, an oxazolidone, in the treatment of multidrug-resistant gram-positive bacterial infections. Clin. Infect. Diseases. 30: 146-151
  4. De Lencastre H., de Jonge B. L., Matthews P. R., Tomasz A. 1994. Molecular aspects of methicillin resistance in Staphylococcus aureus. J. Antimicrob. Chemother. 33: 7-24
  5. Dzierżanowska D. Antybiotykoterapia w zakażeniach szpitalnych. W: Zakażenia szpitalne. Red. Dzierżanowska D. Jeljaszewicz J. Alfa-Medica Press 1999. 517-534
  6. Dzierżanowska D., Murawska B. 1998. Rola metycylinoopornych gronkowców (MRSA) w zakażeniach szpitalnych. Terapia 9: 16-19
  7. Firth N., Skurray R. A. 1998. Mobile elements in the evolution and spread of multiple-drug resistance in staphylococci. Drug Resistance Updates. 1: 49-58
  8. Foster T. J. 1983. Plasmid-determined resistance to antimicrobial drugs and toxic metal ions in bacteria. Microbiol. Rev. 47:361-409
  9. Gillespie M. T., May W., Skurray R. A. 1986. Plasmid-encoded resistance to acriflavine and qarternary ammonium compounds in methicillin-resistant Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol. Lett. 34: 47-51
  10. Hiramatsu K., Hanaki H., Ino T., Tabuta T., Oguri T., Tenover F. C. 1997. Methicillin Resistant Staphylococcus aureus clinical strains with reduced vancomycin susceptibility. J. Antimicrob. Chemother. 40, 135-146
  11. Hsieh P-Ch., Siegel S. A., Rogers B., Davis D., Lewis K. 1998. Bacteria lacking a multidrug pump: a sensitive tool for drug discovery. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95: 6602-6606
  12. Kaatz G. W., Seo S. M., O'Brien L., Wahiduzzaman M., Foster T. J. 2000. Evidence for the existence of a multidrug efflux transporter distinct from NorA in Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother. 45: 1404-1406
  13. Kaatz G. W., Seo S. M., Ruble Ch.A. 1993. Efflux-mediated fluorochinolone resistance in Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother. 37: 1086-1094
  14. Kazama H., Hamashima H., Sasatsu M., Arai T. 1998. Distribution of the antiseptic-resistance gene qacED 1 in Gram-positive bacteria. FEMS Microbiol. Lett. 165: 295-299
  15. Levy S. B. 1992. Active efflux mechanisms for antimicrobial resistance. Antimicrob. Agents Chemother. 36: 695-703
  16. Linares J. 2001. The VISA/GISA problem:therapeutic implications. Clin. Microbiol. Infect. 7 Suppl. 4: 8-15
  17. Littlejohn T. G., Rouch D. A., Cram D. S., Di Bernardino D., Skurray A. Molecular and sequence analysis of qacA specifying antiseptic/disinfectant resistance in staphylococci. W: Molecular Biology of the Staphylococci, eds. R.P. Novick. VCH Publishers Inc. 1990, New York, 175-180
  18. Littlejohn T. G., Paulsen I. T., Gillepsie M. T., Tennet J. M., Midgley M., Jones I. G., Purewal A. S., Skurray R. A. 1992. Substrate specificity and energetics of antiseptic and disinfectant resistance in Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol. Lett. 95: 259-266
  19. Livermore D. M. 1995. b -lactamases in laboratory and clinical resistance. Clin. Microbiol. Rev. 8: 557-584
  20. Lyon B. R., Skurray R. A. 1987. Antimicrobial resistance of Staphylococcus aureus: genetic basis. Microbiol. Rev. 51: 88-134
  21. Łęski T., Hryniewicz W. 1999. Mupirocyna - natura chemiczna oraz jej zastosowanie w leczeniu zakażeń bakteryjnych. Nowa Klinika. 6: 533-536
  22. McDonnel G., Russell A. D. 1999. Antiseptics and disinfectants: activity, action and resistance. Clin. Microbiol. Rev. 12: 147-179
  23. McManus J. 1999. Vancomycin resistant staphylococcus reported in Hong Kong. BMJ, 318, 626
  24. Młynarczyk A., Młynarczyk G., Jeljaszewicz J. 1999. Charakterystyka plazmidów penicylinazowych u szczepów Staphylococcus aureus. Med. Dośw. Mikrobiol. 51: 1-8
  25. Młynarczyk A. Mechanizmy oporności na makrolidy, streptograminy i linkozamidy. Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne, Oddział Warszawski, 11 grudzień 2001.
  26. Murray P. R., Rosenthal K. S., Kobayashi G. S., Pfaller M. A. 1998. Medical Microbiology 3rd Edition, 160-168, 175-188
  27. Neyfakh A. A. 1997. Natural functions of bacterial multidrug transporters. Trends Microbiol. 5: 309-313
  28. Neyfakh A. A. 1992. The multidrug efflux transporter of Bacillus subtilis is a structural and functional homolog of the Staphylococcus NorA protein. Antimicrob. Agents Chemother. 36: 484-485
  29. Nikaido H. 1996. Multidrug efflux pumps of Gram-negative bacteria. J. Bacteriol. 178: 5853-5859
  30. Nikaido H. 1998. Multiple antibiotic resistance and efflux. Curr. Opinion Microbiol. 1: 516-523
  31. Noble W. C., Viarani Z., Cree R. 1992. Co-transfer of vancomycin and other resistance genes from Enterococcus faecalis NCTC 12201 to Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol. Lett. 93, 195-198
  32. Noguchi N., Hase M., Kitta M., Sasatsu M., Deguchi K., Kono M. 1999. Antiseptic susceptibility and distribution of antiseptic-resistance genes in methicillin-resistant Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol. Lett. 172: 247-253
  33. Novick R.P. 1990. The Staphylococcus as a molecular genetic system. W: Molecular biology of the staphylococci Red. P. Novick, R. A. Skurray. VCH Publishers, Inc. New York, 1-37
  34. Otto M., Gotz F. 2001. ABC transporters of staphylococci. Res. Microbiol. 152 (3-4): 351-6
  35. Pao S. S., Paulsen I. T., Saier M. H. Jr. 1998. Major facilitator superfamily. Microbiol Mol. Biol. Rev. 62: 1-34
  36. Paulsen I. T., Brown M. H., Littlejohn T. G., Mitchell B. A., Skurray R. A. 1996. Multidrug resistance proteins QacA and QacB from Staphylococcus aureus; Membrane topology and identification of residues involved in substrate specificity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 3630-3635
  37. Paulsen I. T., Firth N., Skurray R. A. 1997. Resistance to antimicrobial agents other than b -lactams. W: The Staphylococci in human disease. Red. K. B. Crossley, G. L. Archer. Churchill Livington, New York. 175-212
  38. Paulsen I. T., Brown M. H., Skurray R. A. 1996. Proton-dependent multidrug efflux systems. Microbiol Rev. 60: 575-608
  39. Paulsen I. T., Skurray R. A., Tam R., Saier M. H. Jr, Turner R. J., Weiner J. H., Goldberg E. B., Grinius L. L. 1996. The SMR family: a novel family of multidrug efflux proteins involved with the efflux of lipophilic drugs. Mol. Microbiol. 19: 1167-1175
  40. Ramsey M. A., Bradley S. F., Kauffman C. A., Morton T. M. 1996. Identification of chromosomal location of mupA gene, encoding lowlewel mupirocin resistance in staphylococcal isolates. Antimicrob. Agents Chemother. 40 (12): 2820-2823
  41. Reverdy M. -E., Bes M., Brun Y., Fleurette J. 1992. Activity of four antiseptics (acriflavine, benzalconium chloride, chlorhexidine digluconate, hexamidine di-isethonate) and of ethidium bromide on 392 strains representing 26 Staphylococcus species. Med. Microbiol. Lett. 1: 56-63.
  42. Reynolds P. E., Fuller C. 1986. Methicillin-resistant strains of Staphylococcusaureus; presence of identical additional penicillin-binding protein in all strains examined. FEMS Microbiol. Lett. 33: 251-254
  43. Robinson J. B., Tuovinen O. H. 1984. Mechanisms of microbial resistance and detoxification of mercury and organomercury compounds: physiological, biochemical and genetic analyses. Microbiol. Rev. 48: 95-124
  44. Ross J. I., Esdy E. A., Cove J. H., Baumberg S. 1995. Identification of a chromosomaly encoded ABC-transport system with which the staphylococcal erythromycin exporter MsrA may interact. Gene. 153: 93-98
  45. Russell A. D., Maillard J. -Y., Furr J.R. 1998. Possible link between bacterial resistance and use of antibiotics and biocides. Antimicrob. Agents Chemother. 42: 2151
  46. Rybak J. M., Hershberger E., Moldovan T., Grucz R. G. 2000. In vitro activities of daptomycin, vancomycin, linezolid, and quinupristin-dalfopristin against staphylococci and enterococci, including vancomycin-intermediate and -resistant strains. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 1062-1066
  47. Sasatsu M., Shibata Y., Noguchi N., Kono M. 1992. High-level resistance to ethidium bromide and antiseptics in Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol. Lett. 93: 109-114
  48. Shaw K. J., Rather P. N., Hare R. S., Miller G. H. 1993. Molecular genetics of aminoglycoside resistance genes and familial relationship of the aminoglycoside-modifying enzymes. Microbiol. Rev. 57: 138-163
  49. Stefańska J. 2000. Występowanie i rozprzestrzenianie się u Staphylococcus aureus determinant oporności na antybiotyki oraz inne związki o aktywności przeciwbakteryjnej. Zakład Mikrobiologii Farmaceutycznej AM w Warszawie. Rozprawa doktorska
  50. Stefańska J., Młynarczyk G., Młynarczyk A., Starościak B., Łuczak M. 2002. Oporność szczepów Staphylococcus aureus na czwartorzędowe sole amoniowe i chlorheksydynę. Med. Dośw. Mikrobiol. 54, 191-197
  51. Suresh J. A. Bitter K., Moreland. T., Raudales F., Diaz-Luna H. 1999. Methicillin resistant Staphylococcus aureus infection in a renal recipient treated successfully with a novel new antimicrobial agent (linezolid): new treatment opinions for infections due to resistant organisms. Clin. Infect. Dis. 29: 1341-1342
  52. Tanaka M., Sato K., Kimura Y., Hayakawa I. 1991. Inhibition by quinolones of DNA gyrase from Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother. 35: 1489-1491
  53. Tennet J. M., Lyon B. R., Midgley M., Jones J. G., Purewal A. S., Skurray R. A. 1989 Physical and chemical characterisation of the qacA gene encoding antiseptic and disinfectant resistance in Staphylococcus aureus. J. Gen. Microbiol. 135: 1-10
  54. Tracolsomboon S., Danchaivijitr S, Rongrungruang Y., Dhiraputra C., Susaemgrat W., Ito T., Hiramatsu K. 2001. First report of methicillin-resistant Staphylococcus aureus with reduced susceptibility to vancomycin in Thailand. JMC, 39, 591-595
  55. Yamamoto T., Tamura Y., Yokota T. 1988. Antiseptic and antibiotic resistance plasmid in Staphylococcus aureus that possesses ability to confer chlorhexidine and acrinol resistance. Antimicrob. Agents Chemother. 32: 932-93
  56. Zarrouk V., Bozdogan B., Leclercq R., Garry L., Carbon C., Fantin B. 2000. Influence of resistance to streptogramin A type antibiotics on the activity of quinupristin-dalfopristin in vitro and experimental endocarditis due to Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 1168-1173